تأثیر Dnmt1 بر اصلاح متیلاسیون و تغییرات بیان ژنی در طول انجماد شیشه‌ای تخمک موش با استفاده از تجزیه‌وتحلیل WGBS و RNA-seq"
DOI:
https://doi.org/10.5281/zenodo.14568731Keywords:
انجماد تخمک, متیلاسیون DNA, بیان ژن, شبکه تنظیم ژن, توانایی رشد, پتانسیل لقاحAbstract
درک تأثیرات مولکولی انجماد شیشه‌ای تخمک و فرآیند گرم کردن آن برای توسعه و بهینه‌سازی فناوری‌های حفظ باروری، به‌ویژه در زمینه پزشکی تولیدمثل، ضروری است. در این پژوهش، تخمک‌های بالغ در مرحله متافاز II (MII) از موش‌ها جمع‌آوری شده و پس از انجماد شیشه‌ای، با استفاده از توالی‌یابی بی‌سولفیت کل ژنوم تک‌سلولی (scWGBS) و توالی‌یابی RNA تک‌سلولی (scRNA-seq)، بررسی‌های عمیق مولکولی بر روی آن‌ها انجام شد. نتایج نشان داد که تخمک‌های منجمد شده در مقایسه با تخمک‌های تازه، کاهش معناداری در سطح متیلاسیون جهانی DNA و بیان ژن داشتند. از میان ژن‌های شناسایی‌شده، ۱۴۲۶ ژن با افزایش بیان و ۳۳۲۱ ژن با کاهش بیان مواجه بودند. ژن‌های با بیان افزایش‌یافته عمدتاً در مسیرهای یوبیکوئیتیناسیون هیستون غنی‌سازی شدند، در حالی که ژن‌های با بیان کاهش‌یافته به فرآیندهایی نظیر سازمان‌دهی میتوکندری و متابولیسم ATP مرتبط بودند. مناطق متیله‌شده متمایز (DMRs) عمدتاً در نواحی پروموتر، اینترون و اگزون ژن‌ها شناسایی شدند و طول این مناطق در تخمک‌های منجمد شده به‌طور معناداری کوتاه‌تر از تخمک‌های تازه بود. بررسی آنزیم‌های دخیل در متیلاسیون نشان داد که سطح بیان دمیلازهای DNA Tet1، Tet2 و Tet3 و متیل‌ترانسفرازها Dnmt3a و Dnmt3b تغییر معناداری نداشت، اما Dnmt1 و kcnq1ot1، که نقش حیاتی در حفظ متیلاسیون DNA ایفا می‌کنند، به‌طور چشمگیری کاهش یافتند. تحلیل شبکه‌های تنظیم‌کننده ژنی (GRN) آشکار ساخت که این دو ژن نقش کلیدی در تنظیم متیلاسیون و بیان ژن‌های پایین‌دستی دارند. علاوه بر این، کاهش بیان ژن‌های مرتبط با کیفیت تخمک در تخمک‌های منجمد شیشه‌ای، نگرانی‌هایی را در زمینه کاهش توانایی رشد و باروری این تخمک‌ها مطرح می‌کند. این مطالعه برای اولین بار تأثیرات گسترده انجماد شیشه‌ای بر بیان ژن و الگوهای اپی‌ژنتیکی را در تخمک‌های موش آشکار می‌سازد و دیدگاه‌های ارزشمندی برای بهبود روش‌های انجماد و حفظ کیفیت تخمک ارائه می‌دهد. این نتایج می‌توانند به توسعه روش‌های جدید برای افزایش کارایی حفظ باروری و کاهش اثرات منفی انجماد کمک کنند.
References
1. Argyle, C. E., Harper, J. C. and Davies, M. C. (2016), “Oocyte cryopreservation: Where are we now?” Human Reproduction Update, 22(4), pp 440–449.
2. Barberet, J., Barry, F., Choux, C., Karoui, S., Simonot, R., et al. (2020), “What impact does oocyte vitrification have on epigenetics and gene expression?” Clinical Epigenetics, 12(1), p 121.
3. Bourc'his, D., Xu, G. L., Lin, C. S., Bollman, B. and Bestor, T. H. (2001), “Dnmt3L and the establishment of genomic imprints,” Science, 294(5551), pp 2536–2539.
4. Chatterjee, A., Saha, D., Niemann, H., Gryshkov, B. and Hofmann, N. (2017), “Effects of cryopreservation on the epigenetic profile of cells,” Cryobiology, 74, pp 1–7.
5. Lei, T., Guo, N., Tan, M. H. and Li, Y. F. (2014), “Effect of mouse oocyte vitrification on mitochondrial membrane distribution,” Journal of Huazhong University of Science and Technology [Medical Sciences], 34(1), pp 99–102.
6. Liu, L., Hammoud, S., Hammoud, A., Peterson, C. M., & Carrell, D. T. (2011). Differential methylation of pluripotency gene promoters in in vitro matured and vitrified, in vivo-matured mouse oocytes. Fertility and Sterility, 95(6), pp 2094–2099.
7. Monzo, C., Haouzi, D., Roman, K., Assou, S., Dechaud, H. and Hamama, A. (2012), “Vitrification differentially modifies the gene expression profile of human metaphase II oocytes,” Human Reproduction, 27(8), pp 2160–2168.
8. Smallwood, S. A., Tomizawa, S., Krueger, F., Ruf, N., Carli, N. and Segonds-Pichon, A. (2011), “Dynamic CpG island methylation landscape in oocytes and preimplantation embryos,” Nature Genetics, 43(8), pp 811–814.
9. Wang, L., Feng, Z. and Zhang, X. W. (2010), “DEGseq: An R package for identifying differentially expressed genes from RNA-seq data,” Bioinformatics, 26(1), pp 136–138.
10. Zhao, W. H., Zhao, S. J., Wang, H. Y. and Wang, N. (2016), “Melatonin inhibits apoptosis and improves the developmental potential of vitrified bovine oocytes,” Journal of Pineal Research, 60(2), pp 132–141.
